Uszkodzony wychwyt kwasów tłuszczowych moduluje reakcję na insulinę i reakcje metaboliczne na dietę u myszy pozbawionych CD36 ad

Zbadaliśmy zatem mysz pozbawioną CD36 pod kątem reaktywności insuliny i podatności na indukowaną dietą insulinooporność. Mysz CD36-null jest genetycznie prostsza niż SHR i może zapewnić lepszy model dla człowieka z niedoborem CD36. Wada wychwytu mięśnia sercowego FA, wynikająca z niedoboru CD36, mierzona in vivo, jest podobna i wynosi około 70% zarówno u myszy (14), jak iu ludzi (26), podczas gdy jest mniejsza (25%) w SHR (18). Metody Zwierzęta. Myszy z myszami CD36-null i dzikiego typu (WT) z identycznym tłem genetycznym (93,75% C57BL / 6 i 6,25% 129SvJ) (9, 14) były trzymane w obiekcie wyposażonym w 12-godzinny cykl światła i były karmione ad libitum to standardowa dieta chow (dieta nr 5001, Purina Mills Inc., St. Louis, Missouri, USA), dieta bogata w fruktozę (dieta nr 00202, Harlan Teklad, Madison, Wisconsin, USA) lub dieta tłuszczowa (dieta nr 99012501, Research Diets Inc., New Brunswick, New Jersey, USA). Dieta karmowa zawierała 50% wagowych węglowodanów złożonych, 22% białka i 6,5% tłuszczu głównie jako wielonienasycone FA. Dieta fruktozowa (24) składała się z 60% fruktozy, 20% białka i 7% tłuszczu jako oleju sojowego. Dieta wysokotłuszczowa (27) zawierała 18,2% sacharozy, 33% kazeiny i 32% oleju szafranowego. Myszom karmiono karmę z krokosza barwierskiego i fruktozę odpowiednio przez 16 i 12 tygodni, zgodnie z długością czasu wymaganego do wywołania oporności na insulinę, jak podano w poprzednich badaniach (24, 27). Dopasowane do wieku i płci mioty z miotu były używane do badań w 14. 18 tygodni, gdy wagi wahały się od 20 do 24 g dla kobiet i 28 do 35 g dla mężczyzn. Wszystkie badania były zgodne z wytycznymi instytucjonalnego komitetu ds. Opieki nad zwierzętami. Analiza parametrów plazmy. Krew żyły ogonowej (około 200 .l) zebrano od głodzonych (16 godzin) myszy do probówek zawierających heparynę lub EDTA (oznaczenie FA). FFA osocza mierzono za pomocą zestawu z Wako Chemicals USA Inc. (Richmond, Virginia, USA), TG i glukozy z zestawami od Sigma-Aldrich (St. Louis, Missouri, USA) i insuliny z zestawem RIA od Linco Research Inc (St. Charles, Missouri, USA). Test na tolerancję glukozy. Myszom na czczo przez 16 godzin wstrzyknięto dootrzewnowo 25% roztwór glukozy (1,5 g / kg). Krew (5. 10. L) zebrano z ogona przed i po 10, 20, 30, 45, 60, 90, 120 i 180 minutach po wstrzyknięciu. Glukozę mierzono przy użyciu systemu Precision QID (MediSense, Abbott Laboratories, Abbott Park, Illinois, USA). Podobny protokół zastosowano do pomiaru odpowiedzi insuliny w osoczu na obciążenie glukozą, z tym wyjątkiem, że krew (100. L) zebrano po 0, 30 i 60 minutach po wstrzyknięciu w celu oznaczenia insuliny i glukozy. Pobieranie i dystrybucja tkanki fluorodeoksyglukozy. Na czczo myszy wstrzyknięto w boczną żyłę ogonową 100 ul fluorodeoksyglukozy (18F-2-FDG) w roztworze soli (około 5 CiC, okres półtrwania 110 minut). W celu określenia spadku aktywności swoistej dla FDGa krwi, pobierano próbki krwi (25 ul) i zliczano we wskazanych czasach po iniekcji FDG i mierzono stężenie glukozy. Myszy zabito po 2 godzinach, tkanki szybko usunięto, przemyto zimną solanką i osuszono bibułą. Tkanki wraz z próbkami krwi i porcją wstrzykniętego roztworu zliczano w liczniku auto-gamma NaI. W celu dostosowania do różnicy w stężeniu glukozy we krwi pomiędzy WT i myszami pozbawionymi CD36, stosowano specyficzną aktywność FDG we krwi w 2 minuty po wstrzyknięciu jako wartość 100% (28, 29). Tkanki FDG pod koniec eksperymentu odzwierciedlają całkowity wychwyt, ponieważ fosforylowany FDG jest uwięziony wewnątrzkomórkowo i nie jest dalej metabolizowany. Pobór glukozy przez każdą tkankę obliczono dzieląc tkanki 18F-2-FDG przez obliczoną całkę aktywności specyficznej dla krwi (SA) zgodnie z równaniem: 1, gdzie 18F-2-FDG = liczba na g tkanki na końcu eksperymentu (2 godziny) i SA = liczba /. G. Zawartość glikogenu i TG. Wątróbki, serca i tylne kończyny zebrano od znieczulonych myszy, zamrożono-zaciśnięto w ciekłym azocie i przechowywano w temperaturze <80 ° C do późniejszej analizy. Glikogen tkankowy mierzono jako glukozę po hydrolizie za pomocą KOH (30%) i HCL (0,6 N) (30). Zawartość TG określono enzymatycznie po ekstrakcji lipidów (31), jak opisano wcześniej (32). Białko tkankowe oznaczono zgodnie z metodą Markwella i in. (33). Glikogeneza i utlenianie glukozy w inkubowanych mięśniach płaszczkowatych. Szybkość glikogenezy w izolowanych mięśniach określono w sposób opisany wcześniej (34). Mięśnie Extensor digitorum longus (EDL) i soleus zostały usunięte w całości z znieczulonych myszy i wstępnie inkubowane (30 minut) w buforze Krebsa-Henseleita (pH 7,4) zawierającym glukozę (8 mM) pod nieobecność lub w obecności maksymalnych stymulujących stężeń insuliny (20 mU). / ml) [patrz też: przechowywanie kosmetyków, szczepionki na pneumokoki, maciej zagłoba zygler ] [hasła pokrewne: pogotowie stomatologiczne kielce, brwi makijaż permanentny, przechowywanie kosmetyków ]